Żel ochronny Końcówka do wygodnej aplikacji żelu

     

Gel-Cord - żel ochronny na dziąsła

  • Unikalna formuła 25% żelu na bazie siarczanu glinu.
  • Pozostaje na miejscu aplikacji - nie spływa, ani nie ulega rozcieńczeniu, jak większość płynnych środków obkurczających.
  • Nie powoduje ciemnego przebarwienia tkanek.
  • Doskonały podczas wykonywania uzupełnień ubytków klasy V oraz w przypadku uszkodzeń tkanki dziąsła podczas wykonywania wypełnień z materiałów kompozytowych. Gel -Cord należy nanieść na koniec mikroszczoteczki i aplikować bezpośrednio na obszar krwawienia stosując delikatny nacisk.
  • Posiada przyjemny malinowy smak, powodujący większą akceptację żelu ze strony pacjenta.
  • Niebieski kolor zapewnia dobra kontrolę optyczną i umożliwia łatwą aplikację.
  • Żel ułatwia pierwszą fazę wprowadzania nici retrakcyjnych: działa jak smar, powodując, że nici "wślizgują" się do kieszonek dziąsłowych.
  • Może być stosowany z każdym rodzajem nici retrakcyjnych, zarówno zwykłych jak i nasączonych różnymi środkami chemicznymi, a ponadto jest kompatybilny ze wszystkimi rodzajami materiałów do wycisków.

1. przygotuj ząb

2. nałóż żel, umieść nić retrakcyjną
3. pobierz wycisk

Folia Biologica (Praha) 56, 263-268 (2010)

 

Artykuł oryginalny

 

Dynamiczny potencjał oksydoredukcyjny retrakcyjnych astringentów

 

(środki do retrakcji dziąsła brzeżnego / cytotoksyczność / ludzkie fibroblasty dziąsła)

 

D. NOWAKOWSKA1, J. SACZKO2, J. KULBACKA2, A. CHOROMAŃSKA2

 

1 Zakład Materiałoznawstwa, Uniwersytet Medyczny we Wrocławiu, Polska

2 Katedra Biochemii Lekarskiej, Uniwersytet Medyczny we Wrocławiu, Polska

 

 

Streszczenie. Celem niniejszego badania była ocena dynamiki cytotoksyczności astringentów do retrakcji dziąsła brzeżnego na bazie chlorku glinu, siarczanu glinu i siarczanu żelaza (roztworów i żeli) w stosunku do ludzkich fibroblastów wyizolowanych z dziąsła. Cytokompatybilność dziesięciu chemicznych środków retrakcyjnych na bazie astringentów: Gingiva Liquid, Alustin, Racestypine, Orbat sensitive, Astringedent®, Alustat, Hemostat, Racécord, Gel cord i ViscoStat® w rozcieńczeniach 1:10 i 1:20 badano na ludzkich fibroblastach pochodzących z dziąsła. W celu określenia aktywności oksydoredukcyjnej mitochondriów przeprowadzono test MTT po 3, 5 i 10 minutach oraz po 24 godzinach inkubacji. Żywotność komórek oznaczano w zależności od grupy chemicznej, stężenia, czasu ekspozycji oraz postaci klinicznej środków do retrakcji dziąsła. Najbardziej cytotoksyczne okazały się środki na bazie siarczanu żelaza, a następnie chlorku glinu i siarczanu glinu. Postać astringentów miała wpływ na żywotność komórek. Oceniane astringenty mogą wykazywać potencjał cytotoksyczny w stosunku do tkanek dziąsła brzeżnego w warunkach klinicznych.

 

Otrzymano 14 maja 2010 r., zaakceptowano 5 września 2010 r.

Autor do korespondencji: Danuta Nowakowska, Katedra Materiałoznawstwa, Uniwersytet Medyczny we Wrocławiu, ul. Krakowska 26, 50-425 Wrocław, Polska. Telefon: (+48) 71 7840 291; Fax: (+48) 71 7840 292; e-mail: Ten adres pocztowy jest chroniony przed spamowaniem. Aby go zobaczyć, konieczne jest włączenie w przeglądarce obsługi JavaScript.

 

Skróty: ANSI – American National Standards Institute, DMEM – pożywka Dulbecco Modified Eagle, GCF – płyn dziąsłowy (ang. gingival crevicular fluid), GRA – środek retrakcyjny (ang. gingival retraction agent), GRF – płyn retrakcyjny (ang. gingival retraction fluid), GRG – żel retrakcyjny (ang. gingival retraction gel), MTT – bromek 3-(4,5-dimetylotiazolo-2-ylo)-2,5-difenylotetrazolu, PBS – sól fizjologiczna buforowana fosforanami

 

Wprowadzenie

Retrakcja dziąsła brzeżnego jest powszechnie uznawaną procedurą w nowoczesnej stomatologii regeneracyjnej. Dzięki zapewnieniu widoczności i łatwego dostępu do czystej i suchej szczeliny dziąsłowej, stwarza optymalne warunki do przeprowadzenia bezpośredniej i pośredniej odbudowy zębów. Jest to szczególnie ważne w przypadku obrazowania poddziąsłowego wykończenia za pomocą tradycyjnych mas wyciskowych lub cyfrowych / optycznych technik CAD/CAM oraz w przypadku stałej odbudowy zęba i metod klejowych bardzo przydatnych w stomatologii estetycznej (Bennani i in. 2008).

Środki do retrakcji dziąseł (GRAs) są stosowane w praktyce klinicznej w postaci retrakcyjnych płynów dziąsłowych (GRFs) lub retrakcyjnych żeli dziąsłowych (GRGs) (Nowakowska i Panek, 2007). Pod względem efektów farmakologicznych substancji czynnej należą one albo do klasy l (środki zwężające naczynia, adrenergiki) albo klasy 2 (środki hemostatyczne, astringenty) (Nowakowska, 2008). Chemiczne środki retrakcyjne na bazie chlorku glinu, siarczanu glinu, siarczanu żelaza i rzadziej chlorku cynku i siarczanu glinowo-potasowego są astringentami (Shillingburg i in. 1980). Powyższy sondaż wykazał, że ponad 80% stomatologów stosuje astringenty w celu retrakcji dziąsła brzeżnego w praktyce klinicznej (Donovan i in. 1985; Hansen i in. 1999; Nowakowska i in. 2006b). Pod względem chemicznym, wszystkie środki retrakcyjne zawierające astringenty charakteryzują się stosunkowo wysokim stopniem kwasowości, przy czym zakres pH ich wyjściowych stężeń waha się od 1 do 3 dla roztworów (Woody i in. 1993; Land i in. 1994, 1996; Ayo-Yusuf i in. 2005). Nasze poprzednie badanie poziomu pH powszechnie stosowanych astringentów w postaci roztworu i żelu wykazało, że wartości pH tych środków, zarówno w pierwotnych stężeniach jak i w rozcieńczeniach 1:10 i 1:20, były zaskakująco niskie (Nowakowska i Raszewski 2009).

Astringenty zawierające tradycyjne niewstrzykiwalne (pakowane) materiały oraz nowo opracowane wstrzykiwane materiały retrakcyjne umieszczane w szczelinie dziąsłowej pozostają przez pewien czas w bezpośrednim kontakcie z odsłoniętymi tkankami dziąsła brzeżnego oraz w kontakcie z przygotowanymi przez cięcie strukturami zębów, które ulegają mineralizacji. Praktyczny czas stosowania tych substancji podany w badaniach klinicznych wynosił od 2 do 30 minut (De Gennaro i in. 1982; Akca i in. 2006).

W licznych badaniach skuteczność astringentów w warunkach klinicznych została oceniona pozytywnie. Mimo to, obserwacje in vivo i/lub in vitro wykazały, że wywołują one niepożądane miejscowe skutki uboczne w tkankach dziąsła brzeżnego (De Gennaro i in. 1982; Azzi i in. 1983; Nemetz i in. 1984; Weir i Wiliams 1984; Benson i in. 1986; Kopač i in. 2002a,b,c; Akca i in. 2006; Kumbuloglu i in. 2007; Al Hamad i in. 2008). Autorzy ci przeprowadzili badania z wykorzystaniem modeli ludzkich i zwierzęcych przy użyciu różnych metod badawczych, które potwierdziły odpowiedź zapalną otaczających tkanek miękkich. Wykazano to za pomocą różnych metod: histomorfometrycznych (De Gennaro i in. 1982; Kopač i in. 2002b,c; Akca i in. 2006), pomiaru przepływu płynu dziąsłowego (GCF) (Feng i in. 2006; Wöstmann i in. 2008) oraz analizy GCF np. poziomu prozapalnych cytokin TNF-α (Feng i in. 2006). Reakcja zapalna była zazwyczaj przemijająca, a jej nasilenie zależało od rodzaju i stężenia środka retrakcyjnego. W wynikach uzyskanych technikami SEM-EDX odnotowano zmienioną morfologię przygotowanej powierzchni ludzkiej zębiny po ekspozycji na tradycyjne astringenty zawierające dziąsłowe płyny retrakcyjne (Land i in. 1994, 1996; Ayo-Yusuf i in. 2005).

Ocena cytotoksyczności ludzkich kolonii komórkowych jest jedną z najbardziej obiektywnych metod oceny biokompatybilności materiałów i środków stomatologicznych (Phillips, 1973; Mosman, 1983). Jedynie Kopač i in. (2002a) badali ten efekt na diploidalnych fibroblastach płucnych chomika chińskiego (V-79-379 A), a Lodetti i in. (2004) oceniali żywotność keratynocytów po dodaniu środków na bazie astringentów. W próbie ustalenia poziomu bezpieczeństwa środków retrakcyjnych za pomocą oceny żywotności ludzkich fibroblastów, najbardziej cenną i odpowiednią metodą wydaje się być nowo opracowana metoda przez Saczko i in. (2008).

Celem niniejszego badania in vitro była ocena dynamicznych efektów cytotoksycznych różnych retrakcyjnych astringentów dziąsłowych, zarówno roztworów jak i żeli, w stosunku do ludzkich fibroblastów wyizolowanych z tkanek dziąseł pacjentów.

 

Materiał i metody

Retrakcyjne astringenty

Do niniejszego badania wybrano dziesięć środków retrakcyjnych z trzech różnych grup chemicznych (chlorek glinu, siarczan glinu i siarczan żelaza), w tym pięć roztworów i pięć żeli. Doświadczenia prowadzono na wyjściowych stężeniach wszystkich astringentów dziąsłowych. Oceniano żywotność hodowli komórkowej od 0 do 2%. Dostępne na rynku środki rozcieńczono w stosunku 1:10 i l:20 w dejonizowanej wodzie. Ich cechy charakterystyczne oraz wartości pH przedstawiono w tabeli l.

Hodowle komórkowe

Hodowle tkanek ludzkich fibroblastów dziąsłowych (ryc. 1) zostały pobrane od pacjentów ze zdrowym przyzębiem w trakcie ekstrakcji zęba. Biopsje dziąsła zostały dostarczone przez Katedrę Chirurgii Stomatologicznej Uniwersytetu Medycznego we Wrocławiu. Komórki wyizolowano z tkanek zdrowego dziąsła zgodnie z procedurą opisaną przez Saczko i in. (2008). Hodowano je rutynowo w pożywce Dulbecco Modified Eagle (DMEM) (Sigma, St Louis, MO), wzbogaconej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) oraz glutaminą z penicyliną / streptomycyną (Sigma), w butelkach o powierzchni 25 cm2 (Falcon, Franklin Lakes, NJ). Komórki hodowano w wilgotnej atmosferze w temp. 37°C przy 5% stężeniu CO2. Dla celów doświadczalnych komórki odklejono przez trypsynizację (0,25% trypsyna-EDTA, Sigma).

Test cytotoksyczności

 

Cytotoksyczność dziąsłowych astringentów retrakcyjnych oceniano za pomocą testu MTT (bromku 3-(4,5-dimetylotiazolo-2-ylo)-2,5-difenylotetrazolu (Sigma)). Komórki wysiano na płytki 96-dołkowe w stężeniu 5 x 103 komórek/studzienkę. W teście żywotności komórki eksponowano na różne środki retrakcyjne. Po inkubacji w temperaturze 37°C trwającej 3 minuty, 5 minut, 10 minut i 24 godziny, komórki przemywano dwukrotnie solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) (Invitrogen, Carlsbad, CA) i traktowano zgodnie z protokołem producenta. Absorbancję przy długości fali 570 nm oznaczano stosując wielodołkowy czytnik spektrofotometryczny (Multiscan MS, Helsinki, Finlandia). Wyniki wyrażono jako odsetek komórek kontrolnych (bez dodatku astringentu).

 

Tabela 1. Charakterystyka ocenianych dziąsłowych środków retrakcyjnych

 

Grupa chemiczna

Środki retrakcyjne

Wytwórca

Seria/partia

Aktywne składniki

Postać klinicznaorm

Wartość pH rozcieńczenia

 

 

 

 

 

 

1:10

1:20

Chlorki glinu

Gingiva Liquid

Roeko, Langenau, Niemcy

1980200

10% AlC13

roztwór

2,82

3,33

 

Alustin

Chema, Rzeszów, Polska

061204

20% AlC13

roztwór

2,33

2,84

 

Alustat

Cerkamed, Nisko, Polska

31082009

20% AlC13

żel

1,99

2,23

 

Hemostat

Chema, Rzeszów, Polska

120609

20% AlC13

żel

1,78

2,19

 

Racestypine

Septodont, Saint-Maur-des-fossés

35928

25% AlC13

roztwór

1,99

2,72

 

 

Cedex, Francja

 

 

 

 

 

 

Racécord

Septodont, Saint-Maur-des-fossés

35416

25% AlC1,

żel

1,76

2,48

 

 

Cedex, Francja

 

 

 

 

 

Siarczany glinu

Orbat sensitive

Lege artis, Niemcy

1481207

25% Al2(SO4),

roztwór

3,25

3,85

 

Gel cord

Pascal, Bellevue, WA

0086

25% Al2(SO4)3

żel

3,47

3,32

Siarczany żelaza

Astringedent®

Ultradent, South Jordan, UT

B3338

15,5 %Fe2(SO4),

roztwór

1,83

2,50

 

ViscoStat®

Ultradent, South Jordan, UT

B31BK

20% Fe2(SO4)3

żel

1,65

2,31

 

Ryc. 1. Ludzkie fibroblasty dziąsła, komórki pierwotne: A) x 100; B) x 200.

Statystyka

Istotność różnic pomiędzy średnimi wartościami różnych grup komórek, w porównaniu z grupą kontrolną (komórki bez astringentu), oceniano za pomocą testu t- studenta. Za wartość wyznaczającą istotność statystyczną przyjęto P ≤ 0,05.

 

Wyniki

 

Badano wpływ trzech grup astringentów retrakcyjnych na fibroblasty dziąsła. Aktywność oksydoredukcyjną mitochondriów przedstawiono na ryc. 2. W grupie astringentów retrakcyjnych zawierających chlorek glinu (roztwór i żel) aktywność oksydacyjna mitochondriów fibroblastów była podobna w rozcieńczeniu 1:10. Po 3 minutach inkubacji poziom żywotności wynosił około 100%, tj. był porównywalny do komórek kontrolnych (ryc. 2A). W rozcieńczeniu 1:20, najmniej cytotoksycznym ze wszystkich środków był środek zawierający 10% chlorku glinu (Gingiva Liquid). Komórki poddawane działaniu tych związków przez 5 minut wykazywały w obydwu rozcieńczeniach (1:10, 1:20) znacząco niższą aktywność oksydacyjną mitochondriów niż komórki kontrolne (ryc. 2A), podczas gdy po 10 minutach inkubacji zaobserwowano wzrost aktywności oksydacyjnej mitochondriów w komórkach poddanych działaniu środka Gingiva Liquid, który był wyższy niż w komórkach kontrolnych. Poziom żywotności był porównywalny z poziomem obserwowanym w przypadku komórek kontrolnych dla komórek inkubowanych z 20% (Alustin) i 25% roztworem chlorku glinu (Racestypine) w obu rozcieńczeniach (ryc. 2A). Największe upośledzenie aktywności mitochondriów zaobserwowano w komórkach poddanych działaniu 25% roztworu chlorku glinu w postaci żelu (Racécord gel). Wyniki dla 20% żelów składających się z chlorku glinu (Hemostat i Alustat) wskazywały na żywotność komórek od 40% do 70% zarówno w przypadku inkubacji trwającej 3 minuty jak i 5 minut (ryc. 2B). Dwudziestoczterogodzinna inkubacja z astringentami retrakcyjnymi spowodowała największe uszkodzenie aktywności mitochondriów (ryc. 2B).

Ryc. 2. Żywotność ludzkich fibroblastów dziąsła po narażeniu na: A) środki retrakcyjne na bazie chlorku glinu (roztwory); B) środki retrakcyjne na bazie chlorku glinu (żele); C) astringenty retrakcyjne z grupami siarczanu glinu (roztwór i żel); D) astringenty retrakcyjne z grupami siarczanu żelaza (roztwór i żel). Wyniki wyrażono jako średnia ± odchylenie standardowe. * P<0,05.

W przypadku środków zawierających siarczan glinu stwierdziliśmy znaczny wzrost aktywności mitochondriów w porównaniu ze środkami na bazie chlorku glinu. Aktywność oksydacyjna mitochondriów wynosiła 110% w przypadku rozcieńczenia 1:10 i 140% w komórkach poddanych działaniu 25% chlorku glinu w postaci płynnej (Orbat sensitive) oraz od 120% (l:10) do 130% (l:20) w postaci żelu (Gel cord) (ryc. 2C). Poziom żywotności komórek zmniejszył się znacząco po 5 minutach inkubacji i był podobny poziomu obserwowanego po 10 minutach (ryc. 2 C). Poziomy żywotności fibroblastów były wyższe w przypadku rozcieńczeń 1:20 i wzrastały podobnie do komórek kontrolnych w przypadku siarczanu glinu, pozostawały jednak na tym samym poziomie jak w przypadku siarczanu glinu w postaci żelu. Obie postacie astringentów były cytotoksyczne po 24 godzinnej inkubacji.

Najniższy statystycznie istotny poziom żywotności wykazywały środki na bazie siarczanu żelaza (ryc. 2 D). Po 3 minutach inkubacji aktywność oksydacyjna mitochondriów wynosiła poniżej 50% w przypadku rozcieńczenia l:10, zaś w rozcieńczeniu l:20 żywotność zwiększała się do 90%. Aktywność oksydacyjna mitochondriów spadła do poziomu poniżej 50% po 5 minutach i pozostawała na tym samym poziomie w przypadku obu rozcieńczeń, jednak po 10 minutach wzrosła do ponad 50% w przypadku obu środków retrakcyjnych na bazie siarczanu żelaza (roztwór Astringedent® i żel ViscoStat®, Ultradent Product, South San Francisco, Kalifornia).

 

Dyskusja

 

Zgodnie z wytycznymi Amerykańskiego Narodowego Instytutu Standardów (ANSI) oraz Sprawozdania Technicznego ISO TR-7405 Komisji Technicznej ISO dotyczącego stomatologii (TC 106), badania przesiewowe cytotoksyczności in vitro z wykorzystaniem różnych hodowli komórkowych są powszechnie uznawane za odpowiednie do zasadniczego określenia zgodności biologicznej urządzeń dentystycznych (Kopač i in. 2002a). W praktyce klinicznej środki retrakcyjne są stosowane z materiałami retrakcyjnymi lub włączane w materiały retrakcyjne bezpośrednio do szczeliny dziąsłowej. Pozostają tam aż do skutecznego obkurczenia i przemieszczenia swobodnego dziąsła z dala od struktur zębowych oraz uzyskania hemostazy. Stąd, pozostają one w bezpośrednim kontakcie z cienką jednowarstwą komórek nabłonka w szczelinie dziąsłowej i nabłonkiem łączącym (epithelial attachment) na dnie szczeliny. Wielu autorów zaobserwowało odpowiedź zapalną lub nawet martwicę nabłonka szczeliny dziąsłowej i podnabłonkowej tkanki łącznej wywołaną przez dziąsłowe środki retrakcyjne na bazie astringentów (De Gennaro i in. 1982; Azzi i in. 1983; Nemetz i in. 1984; Weir i Wiliams 1984; Benson i in. 1986; Akca i in. 2006; Kumbuloglu i in. 2007; Al Hamad i in. 2008). W tych warunkach, środki chemiczne wpływają bezpośrednio na tkankę łączną dziąsła. Wybór komórek pierwotnych hodowanych z fibroblastów uzyskanych od pacjentów ze zdrową tkanką przyzębia poddawanych ekstrakcji zęba wydaje się być najbardziej adekwatny do skonstruowania odpowiedniego modelu badawczego in vitro.

Tylko Kopač i in. (2002a) oraz Lodetti i in. (2004) badali działanie cytotoksyczne dziąsłowych płynów retrakcyjnych na hodowlach komórkowych przy użyciu testu MTT. Kopač i in. (2002a) oceniali żywotność fibroblastów uzyskanych z diploidalnego płuca chomika chińskiego (V-79-379 A) poddanych działaniu astringentów na bazie chlorku glinu i siarczanu glinu. Po l minucie ekspozycji wszystkie środki chemiczne w wyjściowych stężeniach wykazywały silniejsze działanie cytotoksyczne niż w rozcieńczeniu 1:10. W rozcieńczeniu związków l:10, żywotność fibroblastów płuca chomika chińskiego poddanych działaniu 25% roztworu chlorku glinu była znacząco niższa niż w przypadku fibroblastów inkubowanych z 10% chlorkiem glinu i 20% siarczanem glinu. Badanie Lodetti i in. (2004) wykazało działanie cytotoksyczne ściągających rotworów retrakcyjnych w stosunku do ludzkich keratynocytów jamy ustnej. Najbardziej szkodliwy był środek Astringedent X®, który zawiera siarczan żelaza i podsiarczyn żelaza.

Również Kopač i in. (2002c) zaobserwowali zmiany w pierwotnych hodowlach komórkowych keratynocytów szczura po 10 minutach działania 25% chlorkiem glinu stosowanym w retrakcji dziąsła. Komórki badane za pomocą skaningowej i transmisyjnej mikroskopii elektronowej różniły się znacznie od tych z grupy kontrolnej.

Chemomechaniczne metody na bazie systemów dwuelementowych mogą stanowić dodatkowe zagrożenie akumulacji efektów cytotoksycznych środka retrakcyjnego i materiału. Liu i in. odnotowali, że nawet nieimpregnowane nici były cytotoksyczne dla ludzkich fibroblastów dziąsłowych wyhodowanych z eksplantatów dziąseł. Ocena po 10 minutach i 24 godzinach ekspozycji na nici retrakcyjne impregnowane siarczanem glinu również wykazała istotny potencjał toksyczności względem dziąseł (Liu i in. 2004).

W warunkach klinicznych czas trwania procedury chemomechanicznej retrakcji powinien wynosić od 3 do 10 minut (Nowakowska i in. 2006c). Nasze doświadczenia prowadzone były w czterech przedziałach czasowych: od 0 do 3 minut, od 3 do 5 minut, od 5 do 10 minut i od 10 minut do 24 godzin po zastosowaniu trzech grup chemicznych astringentów w różnych stężeniach i postaciach klinicznych. Wyniki po 3 minutach pokazały, że środki retrakcyjne na bazie siarczanu glinu i płyny oraz żele na bazie chlorku glinu gwarantują stosunkowo wysoki potencjał oksydoredukcyjny fibroblastów. Istotna statystycznie niższa aktywność oksydoredukcyjna komórek hodowanych z astringentami na bazie siarczanu żelaza w pierwszych 3 minutach inkubacji sugeruje ograniczenia w ich stosowaniu w praktyce klinicznej. Cytotoksyczne działanie na fibroblasty po 5 minutach inkubacji w przypadku wszystkich ocenianych retrakcyjnych astringentów wykazywało najniższą żywotność. Wzrost żywotności fibroblastów po 10 minutach narażenia na wszystkie oceniane grupy chemiczne dał interesujący pogląd, że aktywowany został potencjał oksydoredukcyjny mitochondriów, co może sugerować reakcję obronną komórek na działanie środków retrakcyjnych. Obserwacja po 24 godzinach wykazała, że wszystkie środki retrakcyjne (oprócz środków na bazie siarczanu żelaza) wywoływały efekt cytotoksyczny. Na podstawie wyników można stwierdzić, że żywotność komórek zwiększa się wraz ze zmniejszającym się stężeniem astringentów i zmniejsza się wraz ze wzrastającym czasem narażenia. Najbardziej cytotoksyczne okazały się środki retrakcyjne składające się z siarczanu żelaza, a następnie środki na bazie chlorku glinu i siarczanu glinu. Wydaje się, że im mniejsze pH środka, tym wyższa cytotoksyczność.

Postać środków okazała się mieć znaczący wpływ na żywotność ludzkich fibroblastów dziąsła. Niniejsze doświadczenie jest najprawdopodobniej pierwszym badaniem działania cytotoksycznego retrakcyjnych astringentów na bazie żelu względem komórek dziąsła. Wyniki uzyskane dla fibroblastów dla najkrótszego narażenia, tj. 3 minut (oprócz środków na bazie żelu zawierających siarczan żelaza) ujawniły, że środki te nie wywołują żadnego znaczącego wzrostu aktywności oksydoredukcyjnej mitochondriów komórek. Zastosowanie astringentów w żelu pozwala zmniejszyć obszar tkanki dziąsła narażony na działanie środka retrakcyjnego. Dodatkowo, środki w postaci żelu zmniejszają efekt zadrapania zachodzący przy nakładaniu i usuwaniu materiału retrakcyjnego ze szczeliny dziąsłowej (Nagler i in. 2002; Nowakowska i in. 2006a).

Nasze wyniki można bezpośrednio ekstrapolować do warunków klinicznych, wskazują one jednak prawdopodobieństwo zachowania tych środków w warunkach in vivo. Zdrowy nabłonek dziąsłowy i nabłonek łączący stanowią naturalną barierę, która chroni tkankę łączną dziąsła i zmniejsza stopień uszkodzenia. Dodatkowo, agresywne działanie kliniczne chemicznych środków retrakcyjnych może być mniej intensywne ponieważ ich stężenie jest rozcieńczane przez pianę wodną, ludzką ślinę i naturalne płyny dziąsła (Edgar, 1990; Nagler i in. 2002). Systematyczny przegląd in vivo wpływu astringentów retrakcyjnych na tkanki dziąsła brzeżnego ujawnił, że okres gojenia po retrakcji za pomocą środków chemicznych w ich wyjściowych stężeniach wynosił od siedmiu do dziesięciu dni (Nowakowska 2009).

Zaprezentowane wyniki mogą również sugerować potrzebę redukcji stosowania retrakcyjnych astringentów w ich wyjściowych stężeniach, zwłaszcza siarczanów żelaza. Jest to szczególnie ważne, gdy dochodzi do uszkodzenia tkanek dziąsła brzeżnego podczas mechanicznego przygotowania zęba. W takim wypadku należy odroczyć retrakcję za pomocą chemicznych środków retrakcyjnych do momentu zagojenia tkanek w celu redukcji potencjalnego działania cytotoksycznego na ludzkie fibroblasty dziąsła. Niniejsze badania sugerują, że oceniane chemiczne środki retrakcyjne mogą mieć potencjał cytotoksyczny względem tkanek dziąsła w warunkach klinicznych. Podsumowując, istnieje potrzeba uzyskania markerów stresu oksydoredukcyjnego i określenia typu śmierci komórkowej indukowanej przez środki retrakcyjne.

 

 
Copyright by: FH Unex, Krakow 2014
Design by : dkorczak.eu.